1、培养板的包被

（1）将盖玻片裁成0.5cm×0.5cm大小，洗洁精浸洗、烘干。

（2）经5%盐酸浸泡30min，自来水冲洗20min，三蒸水冲洗，浸泡过夜并烘干；移入95%酒精浸泡保存。用前酒精灯烤干，放入24孔细胞培养板。

（3）用0.01%的L-多聚赖氨酸溶液包被培养皿和小玻片，37℃恒温孵育4h或常温过夜。吸弃L-多聚赖氨酸溶液，灭菌去离子水漂洗培养孔及小玻片，晾干备用。2、大鼠脊髓神经元细胞的分离及培养

（1）75%（体积分数）酒精消毒新生24h内的健康SD大鼠，在无菌条件T下断头，分离并切取脊髓，置于盛冷的pH7.2，无钙、镁的D-Hank's液的平皿中（下置冰袋）。

（2）无菌条件下仔细剥离脊膜及血管。

（3）用虹膜剪将组织剪切成1mm3左右的组织块，0.125%胰蛋白酶消化，37℃作用10min，期间振摇2~3次。

（4）巴斯德吸管轻轻吹打20次，静置5min，将细胞上清移入新的无菌离心管，加入完全接种液终止消化。则余组织按照上述步骤继续消化，重复2-3次，制成细胞悬液。

（5）将新的离心管中细胞悬液，离心（1000r/min，10 min，4℃），弃去上清液。加入完全培养液重悬，200 目不锈钢网过滤。

（6） 将滤液进行台盼蓝拒染试验，血细胞计数板镜下计数。以8.0×104至1.0×105/mL的密度将细胞以400μl/孔接种到预先用L-多聚赖氨酸包被的24孔培养板

（7）置37℃、5%CO2培养箱培养4~6h，全量更换为无血清培养液。

（8）体外培养第3天，加入Ara-C 工作液，以抑制非神经细胞过度增殖，作用24h后吸出。（9）此后每3d半量换液1次，体外培养第7~21天的细胞用于实验。